Servicios de Apoyo

Los microscopios ópticos son una de las más valiosas herramientas para llevar a cabo proyectos de investigación en el ámbito de las ciencias de la vida. Además, la motorización de los equipos y la adopción del formato digital en la captura y procesado de las imágenes han supuesto un salto cualitativo y cuantitativo, ampliando enormemente sus posibles aplicaciones.

Son numerosas las aplicaciones de esta tecnología. Algunos ejemplos son la cuantificación y seguimiento de partículas, estudio de procesos celulares como viabilidad, migración, proliferación, toxicidad o apoptosis, estudios moleculares in vivo, mediante la utilización de biosensores o de técnicas avanzadas como FRAP (Fluorescence Recovery Affer Photobleachin) y FRET (Föster Resonance Energy Transfer), y estudios farmacológicos de la localización subcelular y la cinética de fármacos y sus receptores.

El servicio de Microscopía Óptica Avanzada del IBBTEC dispone de equipamiento avanzado y de personal altamente cualificado, y permite abordar proyectos que requieran las técnicas de microscopía más modernas, tanto en muestras fijadas como en célula viva. Ofrece formación en el manejo de los equipos, asistencia y asesoramiento en la realización de técnicas avanzadas, así como el procesamiento, análisis y cuantificación de las imágenes adquiridas. 

• Formar al Personal Investigador (PI) mediante sesiones de formación como requisito previo a su autorización para el uso autónomo de los distintos equipos de la Unidad.
• Asistir a los usuarios en la utilización y configuración de nuestros equipos y solucionar los problemas técnicos o de procedimiento.
• Registrar el uso de cada uno de los equipos y pasar a la administración del centro el informe mensual del mismo para su facturación.
• Mantenimiento y calibración de los microscopios de la Unidad de Microscopía
• Mantener una actualización constante tanto de los equipos como del personal de la Unidad de forma que puedan desarrollar las últimas técnicas y novedades existentes.
• Suministrar el software adecuado para el procesado de las imágenes capturadas.
• Facilitar al investigador autorizado la normativa de prevención de riesgos laborales de la UC relativa al uso de las instalaciones de la unidad para su lectura y firma.

NORMATIVA DEL SERVICIO

• Las reservas y disponibilidad de los diferentes equipos debe realizarse telemáticamente a través de la plataforma cientifis para la gestión centralizada de pedidos.
• Los usuarios externos solicitaran la reserva mediante correo electrónico al responsable técnico.
• Las reservas únicamente serán efectivas una vez que aparezcan en la página web del servicio.
• Limitaciones:
• Se establece un máximo de 4 horas consecutivas díarias  por usuario, con la excepción de experimentos in vivo (ver apartado 3.5).
• Si es necesaria la ayuda del Responsable Técnico de la Unidad es imprescindible ponerse en contacto con la suficiente antelación para asegurarse de que la asistencia es posible.
• Se facturarán las reservas realizadas, aunque no se utilicen, a no ser que el usuario avise con al menos 2 horas de antelación.
• Durante la ausencia del Responsable Técnico (vacaciones, congresos, estancias en centros de investigación, etc.) únicamente podrán utilizar los equipos los usuarios debidamente autorizados (ver apartado 3.2) y cualquier incidencia que pueda surgir ha de comunicarse al Responsable Científico de la Unidad quien tomara las actuaciones oportunas.

·       Aquellos investigadores con experiencia en el manejo de un equipo podrán ser autorizados por el Responsable Técnico una vez hayan demostrado su competencia en el manejo y su capacidad de seguir los procedimientos de encendido y apagado del mismo.

·       La autorización será emitida por escrito (correo electrónico) por el Responsable Técnico cuando este considere que el usuario está debidamente capacitado para usar el equipo de manera autónoma. La autorización podrá ser revocada en cualquier momento por mala praxis.  

UTILIZACIÓN DE LOS EQUIPOS 

• El Responsable Técnico proporcionara a los usuarios los Manuales Básicos para el manejo de cada uno de los equipos. Estos incluyen procedimientos detallados de encendido y apagado cuyo seguimiento es obligatorio para todos los usuarios. El incumplimiento de estos acarreará la retirada de la autorización para usar los equipos sin supervisión técnica. Estos procedimientos se han diseñado para mantener los equipos en perfecto estado y evitar averías.
• Bajo ningún concepto se podrá encender una fuente de luz de fluorescencia si no han transcurrido un mínimo de 2 horas (laseres), o de 30 minutos (lámpara de vapor de mercurio) desde su último uso. Es el tiempo necesario para el enfriamiento de estos. No hacer caso de esta norma puede dañar el laser o suponer la explosión de la lámpara lo cual implicaría abandonar inmediatamente la sala para no respirar los vapores de mercurio y avisar al Responsable Técnico.
• No introducir en los equipos ningún tipo de memoria externa en los equipos. Los experimentos se volcaran al disco duro de red.
• Rellenar la Hoja de Registro debidamente, prestando especial atención a la hora en la que se han apagado las fuentes de luz de fluorescencia. 
• Limpiar aquellos objetivos que se hayan utilizado con aceite de inmersión con etanol absoluto y utilizar únicamente los papeles de limpieza suministrados por el servicio para ello. Manipular el aceite de inmersión con guantes y evitar su derrame. Se trata de un producto tóxico y su limpieza debe de tratarse con alcohol y gasas. 
• Si el equipo se deja encendido para su utilización por otro usuario asegurarse que este o el Responsable Técnico se hacen cargo. Bajo ningún concepto el equipo puede quedar encendido durante la noche debido a un olvido o confusión con los horarios.

• Preparar sus muestras en perfectas condiciones para evitar perjuicios en los equipos.
•  Avisar inmediatamente al Responsable Técnico de cualquier anomalía que se observe en los equipos.
• Los usuarios autorizados autónomos podrán asistir a otros miembros de sus grupos de investigación.
• Anular las reservas lo antes posible cuando no se vayan a utilizar en el horario previsto avisando al Responsable de la Unidad.
• Al finalizar la sesión avisar al Responsable Técnico de manera que pueda informar al siguiente usuario de posibles tiempos muertos.
• No utilizar los equipos con reservas realizadas por otros usuarios.
• Queda terminantemente prohibido comer o beber mientras se estén utilizando los equipos.

• Para los experimentos in vivo con una duración mayor a 4 horas es necesario realizar la reserva con al menos 24 horas de antelación y los usuarios deberán ponerse de acuerdo con el Responsable Técnico de la Unidad para no perjudicar las reservas de otros usuarios.
• Con el fin de facilitar el acceso a los equipos de célula viva a todos los usuarios únicamente es posible realizar la reserva para este tipo de experimentos cuando haya finalizado  la anterior.
• Debe de reservarse la hora anterior al inicio de su experimento para el correcto ajuste del equipo y de las muestras.
• Así mismo debe de informar en el momento de la reserva al Responsable Técnico sobre las condiciones adecuadas que debe de presentar la cabina de control ambiental (temperatura y concentración de Co2).
• Con el fin de evitar la foto-toxicidad es muy recomendable realizar un estudio previo de la viabilidad de las células durante la duración del experimento. El Responsable Técnico puede proporcionar asesoramiento en cómo hacerlo.

·       Formación del personal investigador. 

·       Asistencia técnica 

·       Microscopia de epifluorescencia convencional. 

·       Microscopia confocal.

·       Microscopia en célula viva.

·       Técnicas avanzadas de microscopia (FRAP, FRET).

·       Escaneado y digitalización de portas. 

·       Estereoscopia convencional y de fluorescencia.

·       Microdisección laser. 

·       Análisis de imagen.

·       Almacenamiento de imágenes. 

·       Microscopia de transmisión en campo claro, contrate de fases y contraste de interferencia. 

EQUIPOS Y SOFTWARE DISPONIBLES EN EL SERVICIO DE MICROSCOPIA 

·       Microscopio invertido Confocal Multiespectral Leica TCS SP5. Líneas de Láser: Diodo 405nm, Argón (458, 476, 488 y 514nm), He-Ne 543nm , He-Ne 594nm y He-Ne 633nm. Control de temperatura y gases (Célula viva). Platina motorizada en XYZ con posibilidad de multiposición. Software para  específico para FRAT, AP-FRET y SE-FRET.  Equipado con 3 (fluorescencia) + 1 (DIC o contraste de fases) detectores. Objetivos Leica HCX PL Fluotar y HCX PL APO: x10/0.3, x20/0.7, x40/1.25  Oil, x63/1.4 Oil. 

·       Microscopio Confocal Espectral Leica TCS SPE. Líneas de Láser: 405nm, 488 nm, 532nm y 635nm. Pletina motorizada en Z.  Objetivos Leica ACS APO y HXC IRAPO : x10/0.3, x25/0.95 Water, x40/1.15 Oil, x63/1.3 Oil. 

·       Microscopio invertido de epifluorescencia para célula viva Leica AF 6500. Equipado con cámara de EM-CCD Andor iXon885 de 12bits.  Sistema de filtros convencional y rueda de filtros para la adquisición a alta velocidad en diferentes canales de fluorescencia. Filtros en cubos:  N2.1  (Ex. 515-560 / Em. LP 590),  I3 (Ex. 450-490 / Em. LP 515), C/Y (Ex. 430-441 & Ex. 490-510 / Em. 449-485 & Em. 523-567), CFP (Ex. 434/17 – Em. 479/40), GFP (Ex. 482/18 – Em.520/28) YFP (Ex. 497/16 – Em. 535/22), mCherry (Ex. 562/40 – Em. 641/75). Filtros en rueda: B (Ex. 420/30), G (Ex. 495/15), R (Ex. 570/20). TRI (Em. 446-468 /  Em. 520-540 /  Em. 614-642). Control de temperatura y gases (Célula viva). Posibilidad de DIC y/o contraste de fases según objetivo. Platina motorizada en XYZ con posibilidad de multiposición. Objetivos Leica HCX PL Fluotar y HCX PL APO: x10/0.3, x20/0.4, x40/0.6, x63/1.3 Oil, x100/1.4 Oil. 

·       Microscopia invertido de epifluorescencia para célula viva Nikon Eclipse Ti2. Equipado con cámara sCMOS Flash 4.0 de 16 bits. Sistema de filtros convencional y separador de haz (beamsplitter) para la captura simultanea de dos canales de fluorescencia y fuente de iluminación LED de 6 canales. Filtros: mCherry (Ex. 578-21 / Em 641-75), GFP (Ex. 472-30 / Em. 520-35), DAPI (Ex.377-50 / Em. 447-70), TRIC (Ex. 554-23 / Em. 609-54), YFP (Ex. 500-24 / Em. 542-27).  Dotado de control de temperatura y mesa antivibración. Posibilidad de DIC y contraste de fases con objetivos de x60 y x100. Platina motorizada XY  con encoders y sistema piezo para el eje Z. Objetivos Nikon Plan Fluor: x4/0.13, x10/0.3, x20/0.5, x40/0.75 y Nikon Plan APO x60/1.4 y x100/1.49. 

·       Escaner por portas Zeiss AxioSanZ.1. Capacidad de carga de hasta 100 portas y posibilidad de digitalización en campo claro o fluorescencia. Cámaras sCMOS de alta velocidad en color y blanco y negro y fuentes de iluminación LED de cuatro canales y lámpara HCX. Objetivos Fluor x2.5/0.12,  x5/0.25 y Plan APO  x10/0.45,  x20/0.8 y  x40/0.95. Filtros de fluorescencia: G365 (Ex. LP-365/ Em. 445/50), GFP (Ex. 470-40, Em. 525-50), Cy3 (Ex 545-25 / Em. 605-70), Rhod (Em. 587-25 / Ex. 647-70), Cy5 (Em. 640-30 / Ex. 690-50). 

·       Microscopio de campo claro Zeiss Scope A1. Camara de color AxioCam HRc de 14bits. Pletina manual. Objetivos Zeiss N-Achroplan: x10/0.25, x20/0.45, x40/0.65, x63/0.85, x100/1.25 Oil. 

·       Microscopio de fluorescencia Zeiss Axio Imager M1. Equipado con camara de 12 bits AxioCam MRm. Filtros: DAPI (Ex. G365 – Em. 445/50), GFP (Ex. 470/40 – Em. 525/50), YFP (Ex. 500/20 – Em. 535/30), Rhodamine (Ex. 546/12 – Em. 608/65), Cy5 (Ex. 640/30 – Em. 690/50), Alexa488+546 (Ex. 485/20 & Ex. 546/12 – Em. 522/15 & Em. 605/50). Pletina motorizada en Z. Objetivos: Zeiss: x10/0.3, x20/0.5, x40/0.75, x63/0.95, x100/1.3 Oil. Posibilidad de contraste de fases o campo oscuro según objetivo. 

·       Microscopio de fluorescencia Nikon Eclipse 80i. Equipado con cámara de color DS-Ri1. Pletina manual. Filtros: DAPI (Ex. 387/11 – Em. 447/80), GFP (Ex. 472/30 – Em. 520/35), TxRed (Ex. 562/40 – Em. 624/40). Objetivos Nikon Plan Fluor: x4/0.13, x10/0.3, x20/0.5, x40/0.75. Adecuado para campo claro. Posibilidad de contraste de fases o DIC según objetivo. 

·       Microdisector Láser Leica LMD 6000. equipado con epifluorescencia. Camara en color Leica DFC400. Filtros: B (Ex. 420/30), G (Ex. 495/15), R (Ex. 570/20). TRI (Em. 446-468 /  Em. 520-540 /  Em. 614-642). Objetivos: UVI y HCX PL Fluotar: x6.3/0.13, x10/0.3, x40/0.6, x63/0.7. 

·       Lupa de fluorescencia Olympus SZX16. Camara en color Olympus DP73. Sistema de control de temperatura (exp. in vivo). Eje motorizado. Sistema de excitación por LEDs CoolLED pE (405nm – 465nm – 585nm). Filtro de emisión multibanda  para la adquisición a alta velocidad en diferentes canales de fluorescencia. Lentes: Olympus SDF PL APO x0.5PF y x1.6PF 

·       Estación de Trabajo HP Compaq Z210.

·       Estación de Trabajo HP Compaq Z640.

·       Disco Duro en Red QNAP. NAS. 4 Tb. 

Servicio de Microscopía Óptica Avanzada de IBBTEC                                                

Laboratorios S.16, S.03 y S.02 

Instituto de Biomedicina y Biotecnología de Cantabria (IBBTEC)

Parque Científico y Tecnológico de Cantabria.

C/ Albert Einstein, nº22

39011  Santander

Tel: 942 206799 Ext. 25919 

Personal y datos de contacto

·      Dr.  Varela Egocheaga, Ignacio.

 Responsable Científico de la Unidad de Microscopía Óptica Avanzada

e-mail: ignacio.varela@unican.es 

·      Dr. Campa Fernández, Víctor M.

Responsable Técnico de la Unidad de Microscopía Óptica Avanzada

e-mail: campavm@gestion.unican.es